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1.为什么BSA可以用来做标准曲线而不是选其他蛋白?
分子量68KD。BSA用的多主要是便宜，其他一些纯蛋白是非常贵的，差价几万倍都是可能的。
2、选择应用考马斯亮蓝方法测蛋白质量，做BSA标准曲线步骤时已经测得梯度蛋白量的吸光值。想求助：在excel中怎样做标准曲线。
将蛋白质浓度放在一列，相应的吸光度放在一列，将两列选中后，选择插入图形，选散点图，然后在插入的图形上的点右击选择添加趋势线，并勾选显示公式和R值，即可得到方程式。
用梯度蛋白量和吸光值先做出散点图，然后点击选中直线，在直线处点击鼠标左键，出现“添加趋势线”，点击进入，在“类型”菜单中选择“线性”，在“选项”菜单中选择“显示公式”“显示R2值”，点击“确定”，图中即出现线性方程和R2，此方程即为标准曲线方程。
3、如何测BSA的标准曲线?配置BSA标准溶液时，需要精确浓度到小数点后四位吗?
一般3个9以上就可以了，有的实验室一般认为99.98%就足够。
要注意几点，一个是配置高浓度原液，而后在其基础上稀释；二是充分震荡，每个步骤都要充分震荡；三要选择比较好的蛋白测定试剂盒。
4、BSA是否每次做标准曲线都要重配?
不用，可以一批配100ml，然后分装成小管冻存起来，以后每次用的时候取一只，这样可以避免多次配置所产生的差异，使用也方便；书上写一般情况下都是要做标曲的，但是不做的话差别也不是太大，但是要精确的话还是得做标曲。
5、我用考马斯亮蓝染色的方法作BSA标准曲线，怎么也做不出来来!4mg/ml,5mg/ml, 6mg/ml, 7mg/ml, 8mg/ml, 10mg/ml的 BSA在595nm下的吸光值没有明显的区别，还出现浓度越大，吸光值越小的现象？
1) 看看考马斯亮蓝是否配的有问题，注意配好后必须用慢速滤纸过滤，保证滤液中没有蓝色沉淀(会影响OD595)。
2) BSA浓度太高了，测定是OD595会很大。在测定光吸收时，测量值的准确度数范围是：0.1-0.3。读数大于0.5时就不准了。
3) BSA要现用现配，不可久放。
4) 该标准曲线范围有问题，BSA浓度从0.1~1mg范围内选择，那样的浓度都是超出量程的，测了也没用。还有，注意机器的量程，吸光值在0.1~1范围内还是比较准确的，建议重新设计实验。
6、以下测量方法仅供参考：
（1）制作标准曲线
①从-20℃取出1 mg/ml BSA，室温融化后，备用。
②取18个1.5 ml 离心管，3个一组，分别标记为 0 μg，2.5 μg，5.0 μg ，10.0 μg ，20.0 μg ，40.0μg。
③按下表在各管中加入各种试剂。
| 0ug | 2.5ug | 5.0ug | 10.0ug | 1mg/ml BSA | --- | 2.5ug | 5.0ug | 10.0ug | 0.15mol/L NaCl | 100ul | 97.5ul | 95.0ul | 90.0ul | G250考马斯亮蓝溶液 | 1ml | 1ml | 1ml | 1ml |
④混匀后，室温放置2 min 。在生物分光光度计（Bio－Photometer，Eppentoff）上比色分析。
（2）检测样品蛋白含量
①取足量的1.5 ml 离心管，每管加入4℃储存的考马斯亮蓝溶液1 ml 。室温放置30 min后即可用于测蛋白。
②取一管考马斯亮蓝加0.15 mol/L NaCl溶液100 μl，混匀放置2分钟可做为空白样品，将空白倒入比色杯中在做好标准曲线的程序下按blank测空白样品。
③弃空白样品，用无水乙醇清洗比色杯2次（每次0.5 ml），再用无菌水洗一次。
④取一管考马斯亮蓝加95 μl 0.15 mol/L NaCl NaCl溶液和5 μl待测蛋白样品，混匀后静置2 min，倒入扣干的比色杯中按sample键测样品。
注意：每测一个样品都要将比色杯用无水乙醇洗2次，无菌水洗一次。可同时混合好多个样品再一起测，这样对测定大量的蛋白样品可节省很多时间。测得的结果是5 μl样品含的蛋白量。
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